Les
techniques de coloration différentielle divisent les bactéries en groupes
distincts basés sur des propriétés de coloration.
La coloration de Gram, développée en
1884 par le médecin danois Christian Gram, est la méthode de coloration la plus
largement utilisée en bactériologie. Ce procédé de coloration différentielle
divise les bactéries en deux classes : Gram-négatives
et Gram positives.
Dans
les premières étapes du procédé de coloration
de Gram le frottis est coloré avec le cristal violet, un colorant basique. Ensuite la préparation est traitée avec une solution d'iode
qui agit comme un mordant, c'est-à-dire
qu'elle augmente les interactions entre la cellule et le colorant pour que la
cellule soit plus fortement contrastée. Le frottis est alors décoloré par
lavage avec de l'éthanol ou de l'acétone. Cette étape engendre l'aspect
différentiel de la coloration de Gram ; les
bactéries Gram-positives gardent le cristal violet, tandis que les bactéries
Gram-négatives le perdent et se décolorent. Enfin, le frottis est contre-coloré
à l'aide d'un colorant basique de couleur différente. La safranine, le
contre-colorant le plus commun, colore les bactéries Gram négatives en rose ou
rouge et laisse les bactéries Gram-positives colorées en violet foncé.
La
coloration acido-alcoolo-résistante est une autre technique
importante de coloration différentielle. Quelques espèces, en particulier
celles du genre Mycobacterium, ne fixent pas facilement les colorants
simples et doivent être colorées par un traitement sévère : chauffage avec
un mélange de fuchsine basique et de phénol (la méthode de Ziehl-Neelsen). Une
fois que la fuchsine basique est entrée dans la cellule grâce à la chaleur et
au phénol, les cellules acido-alcoolo-résistantes
ne sont pas facilement décolorées par lavage à l'aide d'alcool-acide et restent
rouges ; Ceci est dû au contenu en lipides très élevé de la paroi de ces
cellules : l'acide mycolique en particulier (lipides hydroxylés avec des
éhaînes ramifiées) apparaît responsable de la résistance à l'acide. Les
bactéries non acido-alcoolo-résistantes sont décolorées par l'alcool-acide et
sont par conséquent colorées en bleu par le bleu de méthylène, le contre-colorant.
Cette méthode est employée pour identifier Mycobacterium tuberculosis et
M. leprae responsables respectivement de la tuberculose et de la
lèpre.
La coloration de
structures spécifiques De nombreux procédés spéciaux de
coloration ont été développés au cours des années pour étudier des structures bactériennes
spécifiques à l'aide du microscope optique. Un des plus simples est la coloration
négative, technique qui révèle la présence de capsules diffuses
autour de nombreuses bactéries. Les bactéries sont suspendues
dans de l'encre de Chine ou de la nigrosine et étalées en
un fin film sur une lame. Après séchage à l'air, les bactéries apparaissent
comme des corps plus clairs sur un fond bleu foncé parce
que l'encre ou le colorant ne pénètrent pas dans la cellule ou la
capsule. L'étendue de la région lumineuse est déterminée par la dimension
de la capsule et de la cellule elle-même. Il y a
une
faible distorsion
de la forme bactérienne et la cellule peut même être
contre-colorée pour une plus grande visibilité.
Les
bactéries du genre Bacillus
et Clostridium forment une structure
exceptionnellement résistante capable de survivre
durant de longues périodes dans un environnement défavorable. Cette
structure dormante est appelée endospore puisqu'elle
se développe dans la cellule. La
morphologie de l'endospore et sa localisation varient
selon les espèces et sont souvent précieuses
dans l'identification. Les endospores peuvent être sphériques,
elliptiques et plus petites ou plus grandes que le
diamètre de la bactérie parentale. On les observe au microscope
à contraste de phase ou par
coloration négative. Les endospores ne sont
pas bien colorées par la plupart des colorants, cependant
une fois colorées, elles résistent à la
décoloration. Cette propriété est à la base
de la coloration des spores .Dans le
procédé de Schaeffer-Fulton, les endospores sont
d'abord colorées par chauffage des bactéries avec du vert de
malachite, un colorant très puissant qui pénètre
dans les endospores. Ensuite les cellules sont lavées
à l'eau et contre-colorées à la safranine. Grâce
à cette technique, l’endospore apparaît verte dans une cellule rose ou
rouge.
Les
flagelles bactériens sont des organites de
locomotion fins comme des fils, tellement minces (environ 10 à 30
nm de diamètre) qu'on ne les voit qu'au microscope électronique. Pour les observer au microscope
optique, on épaissit les flagelles en les entourant de mordants comme l'acide
tannique et l'alun de potasse, ils sont alors colorés à l'aide
de para rosaniline (méthode de Leifson) ou de fuchsine basique (méthode
de Gray). Les procédés de coloration des flagelles apportent des
informations taxinomiques importantes au sujet de
la présence et de la localisation des flagelles.
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